【実施例】
【0039】
以下、本発明を実施例を用いてより詳細に説明する。
【0040】
実施例で使用するESG、RGは、以下のように調製/入手した。また、哺乳動物に経口摂取されたESGの約20質量%がRGに変換されるので(T. Furuyashiki et al. Food Funct., 2011, 2, 183-189)、RGはESGの20質量%に対応する量で投与した。
【0041】
ESGは、特許文献10(WO2006/035848)に記載の方法に従って調製した。RGは、ESGを基質にして、400U/g基質の量でα-アミラーゼを24時間、37℃処理した後に、未消化の高分子画分を精製することで調製した。
【0042】
ESG(Enz)は、ESGを基質にして、十分量のα-アミラーゼおよびイソアミラーゼを2時間、37℃処理した後に、十分量のグルコアミラーゼで24時間、37℃処理することにより完全にグルコースまで分解して調製した。酵素処理後、グルコース量を定量することで完全に分解されていることを確認した。
【0043】
RG(Enz)は、RGを基質にして、ESG(Enz)と同様の処理をすることにより完全にグルコースまで分解して調製した。酵素処理後、グルコース量を定量することで完全に分解されていることを確認した。
実施例1:DSSにより惹起される大腸の萎縮に及ぼす影響(
図1)
実験動物は日本SLCよりC57BL/6マウス(6週齢、雌性)を購入し、1週間予備飼育の後、4群(A、B、C、D)に分け、それぞれ以下の操作を行った。
A) 水に溶解したESG(100 mg)を2週間経口投与した。(ESG群)
B) 水に溶解したESG(100 mg)を2週間経口投与した。投与開始1週間後から飲み水を2%のデキストラン硫酸ナトリウム(DSS)(分子量36,000-50,000)を含むものに交換し飼育終了まで継続した。(ESG/DSS群)
C) ESGを含まない水を2週間経口投与した。(Cont群)
D) ESGを含まない水を2週間経口投与した。投与開始1週間後から飲み水を2%のDSSを含むものに交換し飼育終了まで継続した。(DSS群)
飼育は「神戸大学六甲台地区動物実験委員会規則」(承認番号:26-05-12)を遵守し、動物実験委員会の承認のもと、計画に従って実施した。室温25±2℃、湿度なりゆきに調節した部屋で、照明時間/日(9:00〜21:00)の条件下で飼育した。体重は毎日計測した(
図1(A))。飼育終了時には、麻酔薬投与下で心臓採血後、大腸を摘出し、大腸の長さを測定した(
図1(B))。
図1(A)、(C)において、異なるアルファベット(a,b)間に有意差(p<0.05)があることを示す(p<0.05)。
図1に示す結果より、ESGは大腸の炎症を予防又は治療できることが明らかになった。
【0044】
実施例2:大腸組織での酸化ストレスの蓄積に及ぼす影響(
図2)
大腸内の酸化ストレスの指標として、脂質過酸化物量を2-thiobarbituric acidとの反応生成物である2-thiobarbituric acid-reactive substances(TBARS)として測定した。実施例1の実験で回収したマウスの大腸組織(30 mg)をハサミで細かく裁断し、Buffer(20 mM Hepes-NaOH, pH 7.5, containing 0.5% Nonidet P-40, 1 mM EDTA, 1μM butylated hydroxytuluene, 1 mM phenylmethlsulfonyl fluoride, and 10 μg/ml leupeptin)を1 ml加え、ホモジナイザーでホモジナイズした後、20,000×g、4℃で20分間遠心分離し、上清を回収し、全タンパク質画分とした。タンパク質画分(150μg/125μl)を20 % trichloroacetic acid (75 μl)、 0.8 % 2-thiobarbituric acid(50 μl)と混合し、90℃で40分間インキュベートした。室温まで冷却後、TBARSの蛍光強度(励起/吸光:530 nm/590 nm)を測定した。
図2のグラフは、コントロール(Cont)を基準とした相対値として示す。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b)間に有意差(p<0.05)がある。ESGがDSSにより誘発された過酸化脂質の増加及び活性酸素を有意に抑制できることが明らかになった。
【0045】
実施例3:大腸組織における抗酸化タンパク質の発現量に及ぼす効果(
図3)
実施例1の実験で回収した大腸組織(30 mg)をハサミで細かく裁断し、Lysis buffer(50 mM Tris-HCl, pH 7.5, containing 150 mM NaCl, 0.5% Nonidet P-40, 10 mM sodium pyrophosphate, 2 mM EDTA, 1 mM phenylmethylsulfonyl fluoride, and 10 μg/ml leupeptin)を1 ml加え、ホモジナイザーでホモジナイズした後、20,000×g、4℃で20分間遠心分離し、上清を回収し、全タンパク質画分とした。回収したタンパク質をWestern blot法に供し、NF-E2 related factor 2(Nrf2)、heme oxygenase-1(HO-1)、β-actinの発現量を評価した。ウエスタンブロット法で得られた各タンパク質のバンド強度を画像解析ソフト(Image J)で数値化し、ハウスキーピング遺伝子であるβ-actinのバンド強度でノーマライズ化した。グラフは、コントロール(Cont)を基準とした相対値として示す。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b,c)間に有意差(p<0.05)がある。ESGがHO-1及びNrf2の発現を有意に増加させることが明らかになった。
【0046】
実施例4:培養細胞での活性酸素種(ROS)の蓄積に及ぼす影響(
図4)
大腸上皮には多くのマクロファージ細胞が存在し、酸化ストレスがマクロファージ細胞を刺激することで炎症性サイトカインが分泌される。さらに炎症性サイトカインは、さらに酸化ストレスを生じることで悪循環を促し、大腸炎を誘発するとされる。そこでマクロファージ細胞における酸化ストレスの蓄積に及ぼすESGの効果を検討した。
【0047】
マウスマクロファージ細胞(RAW264.7細胞)はAmerican Type Culture Collection (Manassas, VA, USA)から購入し、細胞は、10%のウシ胎児血清を含むDulbecco‘s modified Eagle’s mediumに終濃度が4.5 g/LになるようにD-glucoseを配合した培地(DMEM-HG)で培養した。RAW264.7細胞を培養している培地に、ESGまたはRGを添加し、24時間作用させた。その後、培地を新鮮なDMEM-HG培地に交換し、ROS発生剤である2,2‘-azobis (2-methylpropionamidine) dihydrochloride (AAPH)を終濃度が4 mMになるように培地に添加し細胞を培養した。AAPH添加1時間後にROS検出試薬であるdichlorodihydrofluorescin diacetate (DCF-DA)(20 μM)を培地に添加し、さらに30分間培養した。培養終了後、細胞を洗浄し、核を4’,6-diamidino-2-phenylindole(DAPI)で染色した。DCFとDAPIの蛍光強度はそれぞれ、485 nm/535 nm、355 nm/380 nmで測定し、DCF/DAPIの比として算出した。
図4(A)及び
図4(B)のグラフは、AAPH(-)を基準とした相対値として示す。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b,c,d,e)間に有意差(p<0.05)がある。
図4の結果からRGは濃度依存的にROS量を低減させることが明らかになった。なお、ESGの20質量%は消化管でESGに変換されるので、ESGも同様に濃度依存的にROS量を低減させる。
【0048】
実施例5:マクロファージ細胞における抗酸化タンパク質の発現量に及ぼす効果(
図5)
マウスマクロファージ細胞(RAW264.7細胞)はAmerican Type Culture Collection (Manassas, VA, USA)から購入し、細胞は、10%のウシ胎児血清を含むDulbecco‘s modified Eagle’s mediumに終濃度が4.5 g/LになるようにD-glucoseを配合した培地(DMEM-HG)で培養した。
【0049】
(A)RAW264.7細胞を培養している培地に、ESGおよび RGを終濃度が400 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。
【0050】
(B)RAW264.7細胞を培養している培地にRGを終濃度が0-600 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。
【0051】
その後、細胞を回収し、抗酸化作用に関わるタンパク質の発現量をウエスタンブロット法で解析した。 ウエスタンブロット法で得られた各タンパク質のバンド強度を画像解析ソフト(Image J)で数値化し、ハウスキーピング遺伝子であるβ-actinのバンド強度でノーマライズ化した。
図5(A)、
図5(B)のグラフは、コントロール(Cont)を基準とした相対値として示す。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b,c,d)間に有意差(p<0.05)がある。RGが抗酸化タンパク質(HO-1)とその転写因子であるNrf2の発現を濃度依存的に促進することが明らかになった。また、ESGは、哺乳動物の消化管内で産生されるRGを介して抗酸化タンパク質(HO-1)とその転写因子であるNrf2の発現を濃度依存的に促進する。
【0052】
実施例6:マクロファージ細胞における抗酸化タンパク質の発現量に及ぼす効果(
図6)
RGによる抗酸化タンパク質の発現量の増加が、RGの構造特異的に惹起されるのかを検討する為に、RGをisoamylaseとglucoamylaseによってglucoseにまで消化した産物(RG(Enz)を用いてRGと比較検討を行った(
図6(A))。
【0053】
RAW264.7細胞を培養している培地に、ESGまたは RG、RG(Enz)を終濃度が400 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。その後、細胞を回収し、抗酸化作用に関わるタンパク質の発現量をウエスタンブロット法で解析した(
図6(B))。
【0054】
RAW264.7細胞を培養している培地に、ESGまたはRG、RG(Enz)を終濃度が400 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。その後、培地を新鮮なDMEM-HG培地に交換し、ROS発生剤である2,2‘-azobis (2-methylpropionamidine) dihydrochloride (AAPH)を終濃度が4 mMになるように培地に添加し細胞を培養した。AAPH添加1時間後にROS検出試薬であるdichlorodihydrofluorescin diacetate (DCF-DA)(20 μM)を培地に添加し、さらに30分間培養した。培養終了後、細胞を洗浄し、核を4’,6-diamidino-2-phenylindole(DAPI)で染色した。DCFとDAPIの蛍光強度はそれぞれ、485 nm/535 nm、355 nm/380 nmで測定し、DCF/DAPIの比として算出した(
図6(C))。
図6(C)のグラフは、veh(溶媒のみ)を基準とした相対値として示す。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b)間に有意差(p<0.05)がある。
図6の結果から、分解が進んだRG(Enz)は効果がなく、抗酸化タンパク質(HO-1)とその転写因子であるNrf2の発現を濃度依存的に促進するのはRGであることが明らかになった。
【0055】
実施例7:抗酸化タンパク質の発現量とROSの蓄積に及ぼす影響(
図7)
(A)RAW264.7細胞を培養している培地に6種類の天然物由来のglycogen(oyster/Oys, rabbit/Type III, muscle/Type VII, sweet corn/Phyto, slipper limpet/Type VIII, bovie liver/Type IX)またはRGを終濃度が400 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。その後、細胞を回収し、抗酸化作用に関わるタンパク質の発現量をウエスタンブロット法で解析した(
図7(A))。
(B)RAW264.7細胞を培養している培地に、6種類の天然物由来のglycogen(oyster/Oys, rabbit/Type III, muscle/Type VII, sweet corn/Phyto, slipper limpet/Type VIII, bovie liver/Type IX)またはRGを終濃度が400 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。その後、培地を新鮮なDMEM-HG培地に交換し、ROS発生剤である2,2‘-azobis (2-methylpropionamidine) dihydrochloride (AAPH)を終濃度が4 mMになるように培地に添加し細胞を培養した。AAPH添加1時間後にROS検出試薬であるdichlorodihydrofluorescin diacetate (DCF-DA)(20 μM)を培地に添加し、さらに30分間培養した。培養終了後、細胞を洗浄し、核を4’,6-diamidino-2-phenylindole(DAPI)で染色した。DCFとDAPIの蛍光強度はそれぞれ、485 nm/535 nm、355 nm/380 nmで測定し、DCF/DAPIの比として算出した(
図7(B))。
図7(A)、(B)のグラフは、vehを基準とした相対値として示す。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b)間に有意差(p<0.05)がある。
【0056】
実施例8:NHEKにおける抗酸化タンパク質の発現量に及ぼす影響(
図8)
正常ヒト表皮角化細胞 (NHEK) は、クラボウ(Osaka, Japan)から購入し、細胞は、37℃、5%CO
2存在下でEpiLife(登録商標) Mediumで培養した。
【0057】
培地にESG、RGおよびカキ由来グリコーゲンを終濃度300, 600 μg/mLになるように添加し、24時間作用させた。その後、細胞を回収し、抗酸化作用に関連するタンパク質 (Nrf2, HO-1およびNQO-1) の発現量をウエスタンブロット法により解析した(
図8(A))。
【0058】
ウエスタンブロット法で得られた各タンパク質のバンド強度を画像解析ソフト(Image J)を用いて数値化し、βアクチンのバンド強度で標準化した(
図8(B)、(C)、(D))。
図8のグラフは、UVB-を基準とする相対値で示した。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b,,c)間に有意差(p<0.05)がある。
図8の結果から、ESGおよびRG はいずれも濃度依存的にNrf2、HO-1、NQO-1の産生を促進することが明らかになった。
【0059】
実施例9:NHEKにおけるUVB照射誘導ROS蓄積に与える影響(
図9)
NHEKを35mm dishに播種し、ESG、RGおよびカキ由来グリコーゲン(OG)を終濃度400, 600 μg/mLになるように添加し、24時間作用させた。UVB照射 (20 mJ/cm
2, 302 nm) 後、30分培養し、蛍光基質20 μM DCF-DAを30分間処理した。その後、核をDAPIで染色した。PBSで洗浄後、処理した細胞を超音波破砕し、DCFとDAPIの蛍光強度はそれぞれ、 485nm/535 nm、355 nm/460 nmで測定し、DCF/DAPIの比として算出した(
図9)。
図9のグラフは、UVB(+)を基準とした相対値として示した。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b,c,d,e,f)間に有意差(p<0.05)がある。
図9の結果から、天然グリコーゲン(OG)はROS蓄積を抑える効果はないが、ESG及びRGは濃度依存的にROS蓄積を抑制できることが明らかになった。
【0060】
実施例10:HO-1及びNQO-1ノックダウン細胞におけるROSの蓄積に与える影響(
図10)
NHEKを35mm dishに播種し24時間培養した。トランスフェクション試薬Lipofectamine RNAiMAXを使用して、HO-1およびNQO-1を標的としたsiRNAを細胞内に導入し、RNA干渉を行った。それぞれのsiRNAおよびRNAiMAXを添加し、48時間作用させた。
【0061】
RNA干渉させた細胞を回収し、標的タンパク質の発現量をウエスタンブロット法で検出した(
図10(A))。
【0062】
RNA干渉させた細胞に終濃度 600 μg/mLのESGを24時間作用させた。UVB照射 (20 mJ/cm
2, 302 nm) 後、30分培養し、蛍光基質20 μM DCF-DAを30分間処理した。その後、核をDAPIで染色した。PBSで洗浄後、処理した細胞を超音波破砕し、DCFとDAPIの蛍光強度はそれぞれ、 485nm/535 nm、355 nm/460 nmで測定し、DCF/DAPIの比として算出した(
図10(B))。
図10(B)のグラフは、UVB(+)を基準とした相対値として示した。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b,c,d)間に有意差(p<0.05)がある。
図10の結果から、ESGの抗酸化効果は、抗酸化蛋白質であるHO-1、NQO-1の発現誘導を介した効果であることが明らかになった。
【0063】
実施例11:マクロファージ細胞における抗酸化タンパク質の発現量に及ぼす効果(
図11)
ESGおよびRGによる抗酸化タンパク質の発現量の増加が、構造特異的に惹起されるのかを検討する為に、RGをisoamylaseとglucoamylaseによってglucoseにまで消化した産物であるESG (Enz), RG (Enz) を用いてRGと比較検討を行った(
図11(A))。
【0064】
NHEKを培養している培地に、ESG, RG, ESG(Enz) または RG(Enz)を終濃度が600 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。その後、細胞を回収し、抗酸化作用に関わるタンパク質の発現量をウエスタンブロット法で解析した(
図11(B))。
【0065】
NHEKを培養している培地に、ESG, RG, ESG(Enz) または RG(Enz)を終濃度が600 μg/mlになるように添加し、24時間作用させた。UVB照射 (20 mJ/cm
2, 302 nm) 後、30分培養し、蛍光基質20 μM DCF-DAを30分間処理した。その後、核をDAPIで染色した。PBSで洗浄後、処理した細胞を超音波破砕し、DCFとDAPIの蛍光強度はそれぞれ、 485nm/535 nm、355 nm/460 nmで測定し、DCF/DAPIの比として算出した(
図11(C))。
図11(C)のグラフは、UVB(+)を基準とした相対値として示した。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,b,c)間に有意差(p<0.05)がある。抗酸化蛋白質の発現増強効果は、枝分かれ部分を有するESG、RGは有しているが、酵素によりグルコースまで分解されたRG(Enz)、ESG(Enz)は有しないことが明らかになった。
【0066】
実施例12:UVB照射誘導caspase-3, -9活性に与える影響(
図12)
NHEKを35mm dishに播種し、ESG、RGおよびOGを終濃度400, 600 μg/mLになるように添加し、24時間作用させた。UVB照射 (20 mJ/cm
2, 302 nm) 後、24時間培養し、細胞を回収した。細胞抽出液に蛍光基質Ac-DMQD-7-amino-4-methylcoumarin (AMC, caspase-3), Ac-LEHD-AMC (caspase-9) を終濃度50 μMになるように添加し、1時間37℃で反応させた。AMCの蛍光強度を355 nm/460 nmで測定した(
図12)。グラフは、検量線より算出したAMC量で示した。統計解析(ANOVAのTurkey post hoc)の結果、異なるアルファベット(a,ab,b,c,d,e) 間に有意差(p<0.05)がある。
図12の結果から、ESG、RGは用量依存的にcaspase-3, -9の量を抑制し、UVB照射によるアポトーシスを抑制できることが明らかになった。