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公報発行日 2021年11月24
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【図1】図1は、大腸がん細胞HCT116と、非がん細胞である不死化乳腺上皮細胞MCF10Aに対して、Cas9‐CRISPR技術を用いてRECQL4欠損細胞を樹立したことを示す(A及びC)。また図1は、RECQL4欠損大腸がん細胞が、放射線とシスプラチンに対して高感受性であることを示す(B)。さらに図1は、RECQL4欠損MCF10A非がん細胞が放射線とシスプラチンに対して高感受性でないことを示す(D)。
【図2】図2は、HCT116細胞での放射線とシスプラチン処理後のDNA修復タンパク質の挙動を、蛍光免疫染色法で可視的に定量解析した結果を示す(A〜F)。また図2は、DNA二本鎖切断認識マーカーであるγH2AX、及びRad51が、放射線照射後の時間経過と共に減少したことを示す(A及びB)。さらに図2は、DNA一本鎖切断認識マーカーであるRPA、及びRad52が、放射線照射後の時間経過と共に増加したことを示す(C及びD)。
【図3】図3は、Rad52とRPA2が、時間経過と共にクロマチン分画に蓄積し、RECQL4欠損細胞ではこの増加が顕著であったことを示す(A及びB)。
【図4】図4は、GFPレポーターアッセイの結果であり、RECQL4欠損がん細胞では、SSA活性の有意な増加が見られたが、RecQL4タンパク質の異所性発現によってSSA活性が抑制されたことを示す(A〜C)。
【図5】図5は、siRNAによって人為的にSSA活性を抑制し、SSA活性が、がん細胞の生存に必要かどうかを検討した結果を示す(A及びB)。また図5は、RECQL4欠損がん細胞が、生存のためにSSA活性を増加させることを示す(B)。
【図6】図6は、エピガロカテキンと代謝調節薬AICARを用いたRECQL4欠損がん細胞の増殖抑制実験の結果を示す(A〜F)。また図6は、エピガロカテキンと代謝調節薬AICARのいずれの処理でも、濃度依存的にRECQL4欠損がん細胞を有意に抑制したことを示す(A〜C)。さらに図6は、直接的AMPK活性化剤であるサリチレートや、間接的AMPK活性化剤である2-デオキシ-D-グルコース処理では、RECQL4欠損がん細胞への特異的な抑制効果が見られなかったことを示す(D〜F)。
【図7】図7は、EGC処理によるシスプラチン誘導ゲノム不安定性の抑制効果を示す。
【図8】図8は、p53欠損HCT116細胞、RECQL4欠損HCT116細胞、及びそれらの野生型細胞を、BALB/cAJcl‐nu/nuマウスに皮下投与して、生体内でのがん細胞増殖能力を調べるxenograft実験を行った結果を示す(A〜C)。図8は、p53欠損HCT116細胞、及び野生型細胞よりも、RECQL4欠損細胞の方が、AICAR処理による増殖抑制効果が大きかったことを示す(A〜C)。
【図9】図9は、マウスへのエピガロカテキンの経口投与の結果を示す(A〜C)。図9は、図8に示すAICARの結果同様、RECQL4欠損がん細胞で、EGCによる増殖抑制効果が有意に観察されたことを示す(A〜C)。
【図10】図10は、RECQL4欠損がん細胞において、AICARとシスプラチンの同時処理により相乗的ながん細胞抑制効果が得られたことを示す(A)。また図10は、シスプラチンでの処理後16時間以降のSSAが遅延的に活性化するタイミングで、SSA阻害剤で処理することで、最初の24時間での処理に比べて効果的ながん細胞抑制効果が得られたことを示す(B)。
【図11】図11は、マウス個体レベルでのシスプラチンとEGCの併用によるがん細胞の増殖抑制相乗効果を示す(A〜E)。
【図12】図12は、誤りがちDNA修復経路の抑制によるがんの治療に関する模式図である。
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